Preview

Садоводство и виноградарство

Расширенный поиск
Доступ открыт Открытый доступ  Доступ закрыт Только для подписчиков

Использование гена фосфоманнозо-изомеразы (PMI) для агробактериальной трансформации листовых эксплантов Prunus domestica L. без использования селективных генов устойчивости к антибиотикам

https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-3-30-44

Полный текст:

Аннотация

Нами разработана эффективная система агробактериальной трансформации эксплантов листьев сливы (Prunus domestica L.) с использованием системы селекции PMI/манноза и GFP. Сорт Стартовая был трансформирован с использованием штамма Agrobacterium tumefaciens CBE21, несущего вектор pNOV35SGFP. Экспланты листьев помещали в питательную среду, содержащую различные концентрации и комбинации маннозы и сахарозы, чтобы разработать эффективную систему селекции. Девять независимых трансгенных линий растений сливы были получены на регенерационной среде, содержащей 20 г/л сахарозы и 15 г/л маннозы. Самая высокая частота трансформации (1,40 %) была получена с использованием стратегии отложенной селекции. Начиная с первых суток после трансформации и заканчивая регенерацией побегов из трансгенного каллуса, отбор трансгенных клеток контролировали по флуоресценции GFP, что позволяло избежать образования нетрансгенных побегов. Интеграцию трансгенов manA и gfp подтверждали с помощью ПЦР и саузерн-блоттинга. В настоящем исследовании не было обнаружено прямой корреляции между уровнем флуоресценции и числом копий трансгенов, хотя наиболее интенсивная флуоресценция наблюдалась в линии № 9 с однокопийной вставкой. Разница в уровне экспрессии GFP могла быть вызвана сайтом интеграции или другими факторами, такими как метилирование ДНК и варьирующееся количество копий. Описанный протокол трансформации с использованием системы PMI/маннозы является альтернативной системой селекции для получения трансгенных растений сливы без генов устойчивости к антибиотикам и гербицидам, а использование листовых эксплантов позволяет сохранить культурные признаки растений сливы.

Об авторах

Т. Н. Сидорова
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН; Никитский ботанический сад — Национальный научный центр РАН
Россия

Сидорова Т. Н. — младший научный сотрудник

проспект Науки, 6, г. Пущино, Московская область,142290



Р. В. Михайлов
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН; ООО «Антерикс»
Россия

Михайлов Р. В. — ведущий специалист ООО «Антерикс»

 г. Пущино



А. С. Пушин
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН
Россия

Пушин А. С. — младший научный сотрудник

проспект Науки, 6, г. Пущино, Московская область,142290



Д. Н. Мирошниченко
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН
Россия

Мирошниченко Д. Н. — кандидат биологических наук, старший научный струдник

проспект Науки, 6, г. Пущино, Московская область,142290



С. В. Долгов
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН; Никитский ботанический сад — Национальный научный центр РАН; Федеральный научный селекционно-технологический центр садоводства и питомниководства
Россия

Долгов Сергей Владимирович — доктор биологических наук, главный научный сотрудник

проспект Науки, 6, г. Пущино, Московская область,142290



Список литературы

1. FAOSTAT (2013) URL: http://faostat3.fao.org Accessed 01 Mar 2016

2. Petri C., Burgos L. Transformation of fruit trees. Useful breeding tool or continued future prospect? Transgenic Res. 2005;14:15-26.

3. Padilla I. M.G., Burgos L. Aminoglycoside antibiotics: structure, functions and effects on in vitro plant culture and genetic transformation protocols. Plant Cell Rep. 2010;29:1203-1213.

4. Gonzalez Padilla I. M., Webb K., Scorza R. Early antibiotic selec tion and effi cient rooting and acclimatization improve the production of transgenic plum plants (Prunus domestica L.). Plant Cell Rep. 2003;22:38-45.

5. Padilla I. M.G., Golis A., Gentile A., Damiano C., Scorza R. Evaluation of transformation in peach (Prunus persica) explants using green fl uorescent protein (GFP) and beta-glucuronidase (GUS) reporter genes. Plant Cell Tissue Org Cult 2006;84:309-314.

6. Ramesh S. A., Kaiser B. N., Franks T., Collins G., Sedgley M. Improved methods in Agrobacterium-mediated transformation of almond using positive (mannose/pmi) or negative (kanamycin resistance) selection-based protocols. Plant Cell Rep. 2006; 25:821-828.

7. Mikhailov R. V., Dolgov S. V. Transgenic plum (Prunus domestica L.) plants obtained by Agrobacterium-mediated transformation of leaf explants with various selective agents. Acta Hortic. 2007;738:613-623.

8. Petri C., Wang H., Alburquerque N., Faize M., Burgos L. Agrobacterium-mediated transformation of apricot (Prunus armeniaca L.) leaf explants. Plant Cell Rep. 2008a;27:1317-1324.

9. Petri C., Webb K., Hily J-M., Dardick C., Scorza R. High transformation efficiency in plum (Prunus domestica L.): A new tool for functional genomics in Prunus spp. Mol Breeding. 2008b;22:581-591.

10. Petri C., Hily J. M., Vann C., Dardick C., Scorza R. A high-through- put transformation system allows the regeneration of marker-free plum plants (Prunus domestica). Ann Appl Biol 2011;159:302-315.

11. Tian L., Canli F. A., Wang X., Sibbald S. Genetic transformation of Prunus domestica L. using the hpt gene coding for hygromycin resistance as the selectable marker. Sci Hort. 2009;119:339-343.

12. Wang H., Petri C., Burgos L., Alburquerque N. Phoshomannose-isomerase as a selectable marker for transgenic plum (Prunus domestica L.) Plant Cell Tissue Org Cult. 2013;133:189-197.

13. Liu X., Pijut P. M. Agrobacterium-mediated transformation of mature Prunus serotina (black cherry) and regeneration of trans-genic shoots. Plant Cell Tissue Organ Cult 2010;101:49-57.

14. Righetti L., Djennane S., Berthelot P., Cournol R., Wilmot N., Loridon K., Vergne E., Chevreau E. Elimination of the nptII marker gene in transgenic apple and pear with a chemically inducible R/Rs recombinase. Plant Cell Tissue Org Cult. 2014;117:335-348.

15. Mante S., Morgens P. H., Scorza R., Cordts J. M., Callahan A. M. Agrobacterium-mediated transformation of plum (Prunus domes tica L.) hypocotyl slices and regeneration of transgenic plants. Nat Biotechnol. 1991;9:853-857.

16. Scorza R., Ravelonandro M., Callahan A. M., Cordts J. M., Fuchs M., Dunez J., Gonsalves D. Transgenic plum (Prunus domestica L.) express the Plum pox virus coat protein gene. Plant Cell Rep 1994;14:18-22.

17. Nagel A. K., Scorza R., Petri C., Schnabel G. Generation and char-acterization of transgenic plum lines expressing the Gastrodia antifungal protein. HortScience. 2008;43:1514-1521.

18. Mikhailov R., Firsov A., Shulga O., Dolgov S. Transgenic plums (Prunus domestica L.) of `Startovaya` express the Plum pox virus coat protein gene. Acta Hortic. 2012;929:445-450.

19. Monticelli S., Di Nicola-Negri E., Gentile A., Damiano C., Ilardi V. Production and in vitro assessment of transgenic plums for resistance to Plum pox virus: a feasible, environmental risk-free, cost-effective approach. Ann Appl Biol. 2012;161:293-301.

20. Marimaran P., Ramkumar G., Sakthivel K., Sundaram R., Madhav M., Balachandran S. Suitability of non-lethal marker-free systems for development of transgenic crop plants: presents status and future prospects. Biotechnol Adv. 2011;29:703-714.

21. Joersbo M., Kreiberg J., Petersen S. G., Brunstedt J., Okkels F. T. Analysis of mannose selection used for transformation of sugar beet. Mol Breed. 1998;4:111-117.

22. Reed J., Privalle L., Powell M. L., Meghji M., Dawson J., Dunder E., Suttie J., Wenck A., Launis K., Kramer C., Chang Y-F., Hansen G., Wright M. Phosphomannose isomerase: an effi cient selectable marker for plant transformation. In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2001;37:127-132.

23. Wright M., Dawson J., Suttiue J., Reed J., Kramer C., Chang Y., Novitzky R., Wang H., Artim-Moore L. Effi cient biolistic transformation of maize (Zea mays L.) and wheat (Triticum aestivum L.) using the phosphomannose isomerase gene, pmi, as the selectable marker. Plant Cell Rep 2001;20:429-436.

24. Lucca P., Ye X., Potrykus I. Effective selection and regeneration of transgenic rice plants with mannose as selective agent. Mol Breeding. 2001;7:43-49.

25. Gao Z., Xie X., Ling Y., Muthukrishnan S., Liang G. H. Agrobacterium-tumefaciens-mediated sorghum transformation using a mannose selection system. Plant Biotechnol J. 2005;3(6):591- 599.

26. Duan Y., Zhai C., Li H., Li J., Mei W., Gui H., Ni D., Song F., Li L., Zhang W., Yang J. An efficient and high-throughput protocol for Agrobacterium mediated transformation based on phosphoman-nose isomerase positive selection in Japonica rice (Oryza sativa L.) Plant Cell Rep. 2012;31:1611-1624.

27. He Z., Duan Z., Liang W., Chen F., Yao W., Liang H., Yue C., Sun Z., Chen F., Dai J. Mannose selection system used for cucumber transformation. Plant Cell Rep 2006 25(9):953-958.

28. Briza J., Pavingerova D., Prikrylova P., Gazdova J., Vlasak J., Niedermeierova H. Use of phosphomannose isomerase-based selection system for Agrobacterium-mediated transformation of tomato and potato. Biol Plantarum 2008;52:453-461.

29. Guo Q., Ma J., Yuan B., Zhou M., Wu Y. High-effi ciency Agrobacterium-mediated transformation of Lotus corniculatus L. using phosphomannose isomerase positive selection. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2015;121:413-422.

30. Thiruvengadam M . , Hsu W-H . , Yang C-H . Phosphomannose-isomerase as a selectable marker to recover transgenic orchid plants (Oncidium Gower Ramsey). Plant Cell Tissue Org Cult. 2011;104:239-246.

31. Wallbraun M., Sonntag K., Eisenhauer C., Krzcal G., Wang Y. P. Phosphomannose — isomerase (pmi) gene as a selectable marker for Agrobacterium — mediated transformation of rapeseed. Plant Cell Tissue Org Cult. 2009;99:345-351.

32. Boscariol R. L., Almeida W. A. B., Derbyshire M. T. V. C., Mourão-Filho F. A. A., Mendes B. M. J. Th e use of the PMI/mannose selection system to recover transgenic sweet orange plants (Citrus sinensis L. Osbeck). Plant Cell Rep. 2003;22:122-128.

33. Degenhardt J., Poppe A., Montag J., Szankowski I. Th e use of the phosphomannose-isomerase/mannose selection system to recover transgenic apple plants. Plant Cell Rep. 2006;25:1149-1156.

34. Ballester A., Cervera M., Peña L. Evaluation of selection strategies alternative to nptII in genetic transformation of citrus. Plant Cell Rep. 2008;27:1005-1015.

35. Stoykova P., Stoeva-Popova P. PMI (manA) as a nonantibiotic selectable marker gene in plant biotechnology. Plant Cell Tissue Org Cult. 2011;105:141-148.

36. Mikhailov R. V., Muratova S. A., Dolgov S. V. Production of transgenic plum plants from vegetative tissues by means of positive selection. Acta Hortic. 2007;734:129-138.

37. Mante S., Scorza R., Cordts J. M. Plant regeneration from cotyledons of Prunus persica, Prunus domestica and Prunus cerasus. Plant Cell Tissue Organ Cult. 1989;19:1-11.

38. Perez-Clemente R. M., Perez-Sanjuan A., Garcia-Ferriz L., Beltran J. P., Canas L. A. Transgenic peach plants (Prunus persica L.) produced by genetic transformation of embryo sections using the green fl uorescent protein (GFP) as an in vivo marker. Mol Breeding. 2004;14:419-427.

39. Gutiérrez-Pesce P., Taylor K., Muleo R., Rugini E. Somatic embryogenesis and shoot regeneration from transgenic roots of the cherry rootstock “Colt” (Prunus avium x P. pseudocerasus) mediated by pRi 1855T-DNA of Agrobacterium rhizogenes. Plant Cell Rep. 1998;17:574-580.

40. Csanyi M., Wittner A., Nagy A., Balla I., Vertessy J., Palkovics L., Balazs E. Tissue culture of stone fruit plants basis for their genetic engineering. J Plant Biotechnol. 1999;1:91-95.

41. Dolgov S. Genetic transformation of Sour Cherry (Cerasus vulgaris Mill.). In: Bajaj Y (ed) Biotechnology in agriculture and forestry. Transgenic trees. Springer, Berlin. 2000, 29-37.

42. Nowak B., Miczynski K., Hudy L. Sugar uptake and utilisation during adventitious bud diff erentiation on in vitro leaf explants of `Wegierka Zwykla` plum (Prunus domestica). Plant Cell Tissue Org. 2004;76:255-26047.

43. Perez-Jimenez M., Carrillo-Navarro A., Cos-Terrer J. Regeneration of peach (Prunus persica L. Batsch) cultivars and Prunus persica×Prunus dulcis rootstocks via organogenesis. Plant Cell Tissue Org Cult. 2012;108:55-62.

44. Petri C., Scorza R. Factors aff ecting adventitious regeneration from in vitro leaf explants of Improved French plum, the most important dried plum cultivar in the USA. Ann Appl Biol. 2010;156:79-89.

45. Stewart C. N. Th e utility of green fl uorescent protein in transgenic plants. Plant Cell Rep. 2001;20:376-382.

46. Millwood R., Moon H., Neal Stewart C. Jr. Fluorescent Proteins in Transgenic Plants. In: Geddes C (ed) Reviews in fl uorescence 2008. Springer, New York. 2010:387;40348.

47. Ghorbel R., Juarez J., Navarro L., Pena L. Green fl uorescent protein as a screenable marker to increase the efficiency of generating transgenic woody fruit plants. Theor Appl Genet. 1999;99:350-358.

48. Miroshnichenko D., Filippov M., Dolgov S. Genetic transformation of Russian wheat cultivars. Biotechnol Biotec Equip. 2007;4:399-402.

49. Petri C., Lopez-Noguera S., Wang H., Garcia-Almodovar C., Alburquerque N., Burgos L. A chemical-inducible Cre-LoxP system allows for elimination of selection marker genes in transgenic apricot. Plant Cell Tissue Org Cult. 2012;110:337-346.

50. Jacoboni A., Standardi A. La moltiplicazione “in vitro” del melo cv. Wellspur. Rivista della Ortofl orofrutticoltura italiana. 1982;66:217-229.

51. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth bio assays with tobacco tissue culture. Physiol Plant 1962;15:473-497.

52. Revenkova E. V., Kraev A. S., Skryabin K. G. Construction of a disarmed derivative of the supervirulent Tiplasmid pTiBo542. In: Skryabin KG (ed). Plant biotechnology and molecular biology. Pushchino Research Centre, Moscow, 1993, 67-76.

53. Rogers S., Bendich A. Extraction of total cellular DNA from plants, algae and fungi. In: Gelvin S., Schiperoort R. (eds). Plant Molecular Biology Manual. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 1995, 7-1.

54. Zhang S., Zhu L-H., Li X-Y., Ahlman A., Welander M. Infection by Agrobacterium tumefaciens increased the resistance of leaf explants to selective agents in carnation (Dianthus caryophyllus L. and D. chinensis). Plant Sci. 2004;168:137-144.

55. da Câmara Machado M. L., da Câmara Machado A., Hanzer V., Weiss H., Regner F., Steinkellner H., Mattanovich D., Plail R., Knapp., Kalthoff B., Katinger H. Regeneration of transgenic plants of Prunus armenica containing the coat protein gene of Plum pox virus. Plant Cell Rep. 1992;11:25-29.

56. Stavolone L., Kononova M., Pauli S., Ragozzino A., de Haan P., Milligan S., Lawton K., Hohn T. Cestrum yellow leaf curling virus (CmYLCV) promoter: a new strong constitutive promoter for heterologous gene expression in a wide variety of crops. Plant Mol Biol. 2003;53:703-713


Рецензия

Для цитирования:


Сидорова Т.Н., Михайлов Р.В., Пушин А.С., Мирошниченко Д.Н., Долгов С.В. Использование гена фосфоманнозо-изомеразы (PMI) для агробактериальной трансформации листовых эксплантов Prunus domestica L. без использования селективных генов устойчивости к антибиотикам. Садоводство и виноградарство. 2022;(3):30-44. https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-3-30-44

For citation:


Sidorova T.N., Mikhaylov R.V., Pushin A.S., Miroshnichenko D.N., Dolgov S.V. Use of the phosphomannose isomerase (PMI) gene for agrobacteriummediated transformation of Prunus domestica L. leaf explants without the use of selective antibiotic resistance genes. Horticulture and viticulture. 2022;(3):30-44. (In Russ.) https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-3-30-44

Просмотров: 32


ISSN 0235-2591 (Print)
ISSN 2618-9003 (Online)