Preview

Садоводство и виноградарство

Расширенный поиск
Доступ открыт Открытый доступ  Доступ закрыт Только для подписчиков

Современные биоинженерные подходы создания у косточковых культур устойчивости к вирусу шарки сливы

https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-2-6-13

Полный текст:

Аннотация

В последние годы вирус оспы сливы (Plum pox virus — PPV), вызывающий болезнь шарки сливы стал главной угрозой для выращивания косточковых культур. Этот вирус нанес огромный экономический ущерб и вызвал значительное снижение производственных площадей в странах Восточной Европы и Средиземноморья. Патоген распространился по всему миру и классифицирован карантинными службами растений как наиболее опасный для косточковых культур. К сожалению, в настоящее время наука не может предложить способы лечения вирусных заболеваний растений, поэтому уничтожение зараженных деревьев остается единственным способом сдерживания их распространения. Учитывая серьезность заболевания, трудность контроля над его распространением, отсутствие устойчивых к нему существующих сортов, очевидна необходимость создания гибридов с повышенной устойчивостью к этому патогену. Современные методы генной инженерии дают возможность значительно ускорить процессы создания высокопродуктивных сортов сливы с повышенной или полной устойчивостью к вирусам, недостижимые методами традиционной селекции. Большинство известных работ модификации геномов косточковых плодовых культур выполнено с использованием ювенильного материала зиготического происхождения, имеющих более высокий морфогенетический потенциал по сравнению с сортами. Применение современных биоинженерных приемов в селекции косточковых культур тормозится отсутствием отработанных методик, способных обеспечить достаточно высокую частоту регенерации побегов из соматических тканей. Эти и другие причины вызывают необходимость разработки эффективной генотип-независимой системы регенерации и модификации геномов коммерческих сортов сливы. Принимая во внимание быстрое развитие методов редактирования генома растений, целевая мутация генов-хозяев, вовлеченных в репликацию, и широкое распространение PPV в инфицированных тканях, может быть многообещающим подходом для инженерии устойчивости к вирусам, исключающим введение чужеродных последовательностей в геном сливы.

Об авторах

С. В. Долгов
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН; Никитский ботанический сад — Национальный научный центр РАН; Федеральный научный селекционно-технологический центр садоводства и питомниководства
Россия

Долгов Сергей Владимирович — доктор биологических наук, главный научный сотрудник

проспект Науки 6, г. Пущино, Московская область, 142290



И. М. Куликов
Федеральный научный селекционно-технологический центр садоводства и питомниководства
Россия

Куликов И. М. — доктор экономических наук, профессор, академик РАН, директор

г. Москва



Ю. В. Бурменко
Федеральный научный селекционно-технологический центр садоводства и питомниководства
Россия

Бурменко Ю. В. — кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, заведующий отделом генетики и селекции плодовых и ягодных культур

г. Москва



Список литературы

1. Scholthof K. B., Adkins S., Czosnek H., Palukaitis P., Jacquot E., Hohn T., et al. Top 10 plant viruses in molecular plant pathology. Mol. Plant Pathol. 2011;12:938-954. https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2011.00752.x.

2. Garcia J. A., Glasa M., Cambra M., and Candresse T. Plum pox virus and sharka: a model 436 potyvirus and a major disease. Mol. Plant Pathol. 2014;15:226-241. https://doi.org/10.1111/mpp.12083

3. Rimbaud L., Dallot S., Gottwald T., Decroocq V., Jacquot E., Soubeyrand S., et al. Sharka epidemiology and worldwide management strategies: learning lessons to optimize disease control in perennial plants. Annu. Rev. Phytopathol. 2015;53:357-378. https://doi.org/10.1146/annurev-phyto-080614-120140

4. Robaglia C. and Caranta C. Translation initiation factors: weak link in plant RNA virus infection. Trends Plant Sci. 2006;11:40-45.

5. Wang A., and Krishnaswamy S. Eukaryotic translation initiation factor 4E-mediated recessive resistance to plant viruses and its utility in crop improvement. Mol. Plant Pathol. 2012;13:795-803. https://doi.org/10.1111/J.1364-3703.2012.00791.x.

6. Neumüller M., Hartmann W. The phenotypically quantitative nature of hypersensitivity of European plum (Prunus domestica L.) against the Plum pox virus and its description using the hypersensitivity index. Hortic Sci (Prague). 2008;35:50-64.

7. Blazek J., Karesova R., Matejsek J., New experience with a restriction of plum pox spread in plum orchards. Acta Hort. 1994;359:123-130.

8. Jakubowski T. Breeding of plum cultivars in Poland Acta Hort. 1998;478:151-154.

9. Cociu V., Botu I., Turcu E., Botu M., Godeanu I. The value and perspectives of new plum a cultivars obtained in Romania, Acta Hort., 2002;577:147-150.

10. Zhivondov A., Djouvinov V. Some Results of the Plum Breeding Programme at the Fruit-Growing Research Institute in Plovdiv. Acta Hort. 2002;577:45-50.

11. Lomonossoff G. P. Pathogen-derived resistance to plant viruses. Annu. Rev. Phytopathol. 1995;33:323-343.

12. Sanford J. C. and Johnston S. A. The concept of parasite derived resistance-deriving resistance genes from the parasite’s own genome. J. Theoret. Biol. 1985;113:395-405.

13. Schillberg S., Zimmermann S., Zhang M. Y., Fischer R. Antibody-based resistance to plant pathogens. Transgenic Res. 2001;10:1-12.

14. Goldbach R., Bucher E., Prins M. Resistance mechanisms to plant viruses: an overview. Virus Res. 2003;92:207-212

15. Beachy R. N., Loesh-Fries S., Tumer N. E. Coat protein mediated resistance against virus infection. Annu. Rev. Phytopathol. 1990;28:451-474.

16. Gadani F., Mansky L. M., Medici R., Miller W. A., Hill J. H. Genetic engineering of plants for virus resistance. Arch Viro1 1990;115:1-21.

17. Sivamani Elumalai, Christopher William Brey, William Edward Dyer, Luther E. Talbert, Rongda Qu. Resistance to wheat streak mosaic virus in transgenic wheat expressing the viral replicase (NIb) gene. Molecular Breeding. October 2000;6(5):469-477. https://doi.org/10.1023/A:1026576124482

18. Sivamani E., Brey Ch. W., Talbert L. E., Young M. A., Dyer W. E., Kaniewski W. K. & Qu R. Resistance to wheat streak mosaic virus in transgenic wheat engineered with the viral coat protein gene. Transgenic Research. 2002;11:31-41.

19. Ravelonandro M., Dunez J., Scorza R., Labonne G. Challenging transgenic plums expressing potyvirus coat protein genes with viruliferous aphids. Acta Hort. 1998;472:413-420.

20. Scorza R., Ravelonandro M., Callahan A. M. et al. Transgenic plums (Prunus domestica L.) express the Plum pox virus coat protein gene. Plant Cell Repts. 1994;14(1):18-22.

21. Ilardi V. and Tavazza M. Biotechnological strategies and tools for Plum pox virus resistance: trans-, intra-, cis-genesis, and beyond. Front. Plant Sci., 08 June 2015. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00379

22. Limera C., Sabbadini S., Sweet J. B., and Mezzetti B. New biotechnological tools for the genetic improvement of major woody fruit species. Front. Plant Sci. 2017;8:1418. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.0141

23. Kundu J. K., Briard P., Hily J. M., Ravelonandro M. and Scorza R. Role of the 25-26 nt siRNA in the resistance of transgenic Prunus domestica graft inoculated with Plum pox virus. Virus Genes. 2008;36:215-220. https://doi.org/10.1007/s11262-007-0176-y

24. Capote N., Perez-Panades J., Monzo C., Carbonell E., Urbaneja A., Scorza R. et al. Assessment of the diversity and dynamics of Plum pox virus and aphid populations in transgenic European plums under Mediterranean conditions. Transgenic Res. 2008;17:367-377. https://doi.org/10.1007/s11248-007-9112-0

25. Polák J., Ravelonandro M., Kundu J. K., Pívalová J. and Scorza R. Interactions of Plum Pox Virus strain Rec with Apple Chlorotic Leafspot Virus and Prune Dwarf Virus in field-grown transgenic plum Prunus domestica L., clone C5. Plant Protect. Sci. 2008;44:1-5. https://doi.org/10.17221/535-PPS

26. Polák J., Kundu J. K., Krška B., Beoni E., Komínek P., Pívalová J. et al. Transgenic plum Prunus domestica L., clone C5 (cv. Honey Sweet) for protection against sharka disease. J. Integr. Agric. 2017;16:516-522. https://doi.org/10.1016/S2095-3119(16)61491-0

27. Wong W., Barba P., Álvarez C., Castro Á., Acuńa M., Zamora P. et al. Evaluation of the resistance of transgenic C5 plum (Prunus domestica l.) against four Chilean Plum pox virus isolates through micro-grafting. Chil. J. Agric. Res. 2009;70:372-380.

28. Scorza R., Callahan A., Dardick C., Ravelonandro M., Polák J., Malinowski T. et al. Genetic engineering of Plum pox virus resistance: honey sweet plum from concept to product. Plant Cell Tiss. Organ. Cult. 2013;115:1-12. https://doi.org/10.1007/s11240-013-0339-6.

29. Khalid A., Zhang Q., Yasir M. and Li F. Small RNA based genetic engineering for plant viral resistance: application in crop protection. Front. Microbiol. 2017;8:43. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00043

30. Hily J. M., Ravelonandro M., Damsteegt V., Bassett C., Petri C., Liu Z. et al. Plum pox virus coat protein gene intron-hairpin-RNA (ihpRNA) constructs provide resistance to Plum pox virus in Nicotiana benthamiana and Prunus domestica. J. Am. Soc. Hort. Sci. 2007;132:850-858. https://doi.org/10.21273/JASHS.132.6.850

31. Wang A., Tian L., Huang T. S., Brown D. C. W., Svircev A. M., Stobbs L. W. et al. The development of genetic resistance to Plum pox virus in transgenic Nicotiana benthamiana and Prunus domestica. Acta Hort. 2009;839:665-672. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2009.839.91

32. Monticelli S., Di Nicola-Negri E., Gentile A., Damiano C. and Ilardi V. Production and in vitro assessment of transgenic plums for resistance to Plum pox virus: a feasible, environmental risk-free, cost-effective approach. Ann. Appl. Biol. 2012;161:293- 301. https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.2012.00573.x

33. Petri C., Hily J. M., Vann C., Dardick C. and Scorza R. A high-throughput transformation system allows the regeneration of marker-free plum plants (Prunus domestica). Ann. Appl. Biol. 2011;159:302-315. https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.2011.00499.x

34. Wang A., Tian L., Brown D. C. W., Svircev A. M., Stobbs L. W., and Sanfaçon H. (). Generation of efficient resistance to Plum pox virus (PPV) in Nicotiana benthamiana and Prunus domestica expressing triple-intron-spanned double-hairpin RNAs simultaneously targeting 5’ and 3’ conserved genomic regions of PPV. Acta Hort. 2013;1063:77-84. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2015.1063.9

35. García-Almodóvar R. C., Clemente-Moreno M. J., Díaz-Vivancos P., Petri C., Rubio M., Padilla I. M. G., et al. Greenhouse evaluation confirms in vitro sharka resistance of genetically engineered h-UTR/P1plum plants. Plant Cell Tiss. Organ. Cult. 2015;120:791-796. https://doi.org/10.1007/s11240-014-0629-7.

36. Dolgov S., Mikhaylov R., Serova T., Shulga O., and Firsov A. Pathogen-derived methods for improving resistance of transgenic plums (Prunus domestica L.) for Plum pox virus infection. Julius Kühn Arch. 2010;427:133-140.

37. Sidorova T., Pushin A., Miroshnichenko D., and Dolgov S. V. Generation of transgenic rootstock plum ((Prunus pumila L. x P. salicina Lindl.) x (P. cerasifera Ehrh.)) using hairpin-RNA construct for resistance to the Plum pox virus. Agronomy 2018;8:2. https://doi.org/10.3390/agronomy8010002

38. Gil Maite, Esteban O., Martinez M. C., Gorris M. T. Peña Leandro, Cambra Mariano, García, J. A. Expression of single-chain variable fragments against structural and non-structural proteins of Plum pox virus in transgenic Nicotiana benthamiana plants to interfere with viral infection. Acta Hortic. 2004;657:341-347. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2004.657.54

39. Petri C., Webb K., Hily J. M., Darbick C., and Scorza R. High transformation efficiency in plum (Prunus domestica L.): a new tool for functional genomics studies in Prunus spp. Mol. Breed. 2008;22:581-591. https://doi.org/10.1007/s11032-008-9200-8.

40. Tian L.-N., Canli F. A., Wang X., and Sibbald S. Genetic transformation of Prunus domestica L. Using the hpt gene coding for hygromycin resistance as the selectable marker. Sci. Hortic. 2009;119:339-343. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2008.08.024.

41. Srinivasan C., Dardick C., Callahan A., and Scorza R. Plum (Prunus domestica) trees transformed with poplar FT1 result in altered architecture, dormancy requirement, and continuous flowering. PLoS One. 2012;7:e40715. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0040715.

42. Faize M., Faize L., Petri C., Barba-Espin G., Diaz-Vivancos P., Koussa T., et al. Cu/Zn superoxide dismutase and ascorbate peroxidase enhance in vitro shoot multiplication in transgenic plum. J. Plant Physiol. 2013;170:625-632. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2012.12.016.

43. Escalettes V., Dahuron F., Ravelonandro M., and Dosba F. Utilisation de la transgénose pour l’obtention de pruniers et d’abricotiers exprimant le gène de la protéine capside du plum pox potyvirus. Bull OEPP/EPPO. 1994;24:705-711. https://doi.org/10.1111/j.1365-2338.1994.tb01086.x.

44. Yancheva S. D., Druart P., and Watillon B. Agrobacterium mediated transformation of plum (Prunus domestica L.). Acta Hortic. 2002;577:215-217. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0050627.

45. Petri C., and Scorza R. Factors affecting adventitious regeneration from in vitro leaf explants of improved french plum, the most important dried plum cultivar in the USA. Ann. Appl. Biol. 2010;156:79-89. https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.2009.00364.x.

46. Mikhailov R. V., and Dolgov S. V. (). Transgenic plum (Prunus domestica L.) plants obtained by Agrobacterium-mediated transformation of leaf explants with various selective agents. Acta Hortic. 2007;738:613-623. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2007.738.80.

47. Sidorova T., Mikhailov R., Pushin A., Miroshnichenko D., and Dolgov S. V. A non-antibiotic selection strategy uses the phosphomannose-isomerase (PMI) gene and green fluorescent protein (GFP) gene for Agrobacterium-mediated transformation of Prunus domestica L. leaf explants. Plant Cell Tiss. Organ. Cult. 2017;128:197-209. https://doi.org/10.1007/s11240-016-1100-8.

48. Scorza R., Ravelonandro M., Callahan A. M. et al. Transgenic plums (Prunus domestica L.) express the Plum pox virus coat protein gene. Plant Cell Repts. 1994;14(1):18-22.

49. Dolgov S., Mikhaylov R., Serova T., Shulga O., and Firsov A. Pathogen-derived methods for improving resistance of transgenic plums (Prunus domestica L.) for Plum pox virus infection. Julius Kühn Arch. 2010;427:133-140.

50. Decroocq V., Sicard O., Alamillo J. M., Lansac M., Eyquard J. P., García J. A., et al. Multiple resistance traits control Plum pox virus infection in Arabidopsis thaliana. Mol. Plant Microbe Interact. 2006;19:541-549. https://doi.org/10.1094/MPMI-19-0541.

51. Marandel G., Salava J., Abbott A., Candresse T., and Decroocq V. Quantitative trait loci meta-analysis of Plum pox virus resistance in apricot (Prunus armeniaca L.): new insights on the organization and the identifi cation of genomic resistance factors. Mol. Plant Pathol. 2009;10:347-360. https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2009.00535.x.

52. Wang A., and Krishnaswamy S. Eukaryotic translation initiation factor 4E-mediated recessive resistance to plant viruses and its utility in crop improvement. Mol. Plant Pathol. 2012;13:795-803. https://doi.org/10.1111/J.1364-3703.2012.00791.x.

53. Vincenza Ilardi and Elisa Di Nicola-Negri. Genetically engineered resistance to Plum pox virus infection in herbaceous and stone fruit hosts. GM Crops. 2011;21:24-33.

54. Mary C. Schaad, Robert J. Anderberg, and James C. Strain-Specific Interaction of the Tobacco Etch Virus NIa Protein with the Translation Initiation Factor eIF4E in the Yeast Two-Hybrid System. Virology. 2000;273:300-306.

55. Blancke S. et al. Fatal attraction: the intuitive appeal of GMO opposition. Trends Plant Sci. 2015;20:414-418.

56. Wang X., Kohalmi S. E., Svircev A., Wang A., Sanfacon H., and Tian L. Silencing of the host factor eIF(iso)4E gene confers Plum pox virus resistance in plum. PLoS One. 2013;8:e50627. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0050627.

57. Piron F. et al. An induced mutation in tomato eIF4E leads to immunity to two potyviruses. PLoS One. 2010;5:e11313.

58. Pyott D. E. et al. Engineering of CRISPR/Cas9-mediated potyvirus resistance in transgene-free Arabidopsis plants. Mol. Plant Pathol. 2016;17:1276-1288.

59. Cavatorta J. et al. Engineering virus resistance using a modified potatogene. Plant Biotechnology. 2011;9:1014-1021.


Рецензия

Для цитирования:


Долгов С.В., Куликов И.М., Бурменко Ю.В. Современные биоинженерные подходы создания у косточковых культур устойчивости к вирусу шарки сливы. Садоводство и виноградарство. 2022;(2):6-13. https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-2-6-13

For citation:


Dolgov S.V., Kulikov I.M., Burmenko Yu.V. Modern bioengineering approaches to creating resistance to the Plum pox virus in stone fruit crops. Horticulture and viticulture. 2022;(2):6-13. (In Russ.) https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-2-6-13

Просмотров: 51


ISSN 0235-2591 (Print)
ISSN 2618-9003 (Online)