Preview

Садоводство и виноградарство

Расширенный поиск
Доступ открыт Открытый доступ  Доступ закрыт Только для подписчиков

Использование последовательности гена белка оболочки вируса шарки для создания устойчивых форм сливы (Prunus domestica L.)

https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-2-32-41

Полный текст:

Аннотация

В настоящее время наиболее опасным патогеном абрикосов, слив и персиков считается вирус оспы сливы (PPV), возбудитель болезни шарки сливы. Трансформация сливы вирусными генами, такими как белок оболочки, может обеспечить получение устойчивых к вирусам сортов и исходных форм для использования в селекционном процессе. Для повышения устойчивости растений к вирусу шарки сливы (PPV) использовали две технологии. Одна основана на совместном подавлении, а другая — на РНК-сайленсинге (RNAi). Бинарный вектор pCamPPVcp, который содержал селективный ген hpt и ген белка оболочки вируса шарки сливы ppvcp в смысловой ориентации (управляемый двойным промотором 35S), был использован для реализации посттранскрипционного сайленсинга гена. Вектор pCamPPVRNAi содержал самокомплементарные фрагменты гена ppv-cp (698 пар оснований), управляемые двойным промотором 35S и генами hpt и gus. Фрагменты гена ppv-cp были разделены pdk-интроном для получения структуры РНК «шпильки» в антисмысловой ориентации. Были получены семь независимых трансгенных линий с геном ppv-cp и пять трансгенных линий с двумя инвертированными повторами фрагмента гена ppv-cp. Стабильная интеграция генов в геном растений подтверждена ПЦР-анализами. Накопление белка оболочки оценивали методом вестерн-блоттинга в пяти из шести проанализированных линий. Трансгенные побеги были укоренены и акклиматизированы в теплице. После прививки инфицированными PPV почками у всех контрольных и трансформированных ppv-cp растений с помощью вестерн-блоттинга обнаруживались полосы, соответствующие белку оболочки PPV, тогда как в образцах от растений, трансформированных конструкцией «шпилька», не наблюдалось никаких пятен, соответствующих белку оболочки PPV. Эти предварительные результаты подтвердили эффективность стратегии RNAi для защиты растений от вирусной атаки в целом и плодов косточковых культур и от PPV, в частности.

Об авторах

С. В. Долгов
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН; Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной биотехнологии; Федеральный научный селекционно-технологический центр садоводства и питомниководства
Россия

Долгов Сергей Владимирович — доктор биологических наук, главный научный сотрудник

проспект Науки, 6, г. Пущино, Московская область, 142290



Р. В. Михайлов
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН; ООО «Антерикс»
Россия

Михайлов Р. В. — ведущий сотрудник

г. Пущино



Т. А. Серова
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН
Россия

Серова Т. А. — аспирант

г. Пущино



О. А. Шульга
Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной биотехнологии
Россия

Шульга О. А. — кандидат химических наук, ведущий научный сотрудник

г. Москва



А. П. Фирсов
Филиал Института биоорганической химии им. М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН
Россия

Фирсов А. П. — кандидат биологический наук, старший научный сотрудник

г. Пущино



Список литературы

1. Sanford J. C. and Johnston S. A. The concept of parasite derived resistance-deriving resistance genes from the parasites own genome. J. Theoret. Biol. 1985;113:395-405.

2. Powell A. P., Nelson R. S., De B., Hoff mann N., Rogers S. G., Fraley R. T. and Beachy R. N. Delay of disease development in transgenic plants that express the tobacco mosaic virus coat protein gene. Science. 1986;232:738-743.

3. Beachy R. N., Loesch-Fries S., Tumer N. E. Coat-proteinmediated resistance against virus infection. Ann. Rev. Phytopath. 1990;28:451-474.

4. Lomonossoff G. P. Pathogen-derived resistance to plant viruses. Annu. Rev. Phytopathol. 1995;33:32-343.

5. Baulcombe D. C. RNA as a target and an initiator of posttranscriptional gene silencing in transgenic plants. Plant Mol. Biol. 1996;32:79-88.

6. Smith H. A., Swaney S. L., Parks T. D., Wernsman E. A. and Dougherty W. G. Transgenic plant virus resistance mediated by untranslatable sense RNAs: Expression, regulation, and fate of nonessential RNAs. Plant Cell. 1994;6:1441-1453.

7. Waterhouse P. M., Graham M. W., Wang M. B. Virus resistance and gene silencing in plants can be induced by simultaneous expression of sense and antisense RNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1998;95:13959-13964.

8. Helliwell C. and Waterhouse P. Constructs and methods for high-throughput gene silencing in plants. Methods. 2003;30:289-295.

9. Xie Z., Johansen L. K., Gustavson A. M., Kassuchau K. D., Lellis A. D. et al. Genetic and functional diversification of small RNA pathways in plants. PloS. Biol. 2004;2:E104. DOI:10.1371/journal.pbio.0020104

10. Mourrain P., Beclin C., Elmayan T., Feuerbach F., Godon C., Morel J.-B., Jouette D., Lacombe A.-M., Nikic S., Picault N. et al. Cell. 2000;101:533-542.

11. Baulcombe D. RNA silencing in plants. Nature. 2004;431:356-363. DOI:10.1038/nature02874

12. Pandolfini T., Molesini B., Avesani L., Spena A. and Polverari A. Expression of self-complementary hairpin RNA under the control of the role C promoter confers systemic disease resistance to Plum pox virus without preventing local infection. BMC Biotechnol. 2003;3:7-21.

13. Chuang C. F. and Meyerowitz E. M. Specific and heritable genetic interference by double-stranded RNA in Arabidopsis thaliana. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000;97:4985-4990.

14. Smith N. A., Singh S. P., Wang M. B., Stoutjesdijk P. A., Green A. G., Waterhouse P. M. Total silencing by intron spliced hairpin RNA. Nature. 2000;407:319-320.

15. Lazo G. R., Stein P. A. & Ludwig R. A. A DNA transformation competent Arabidopsis genomic library in Agrobacterium. Bio/Technol. 1991;9:963-967.

16. Kay R., Chan A., Daly M., McPherson J. Duplication of CaMV 35S promoter sequence creates a strong enhancer for plant genes. Science. 1987;236:1299-1302.

17. Jeff erson R. A., Kavanagh T. A., Bevan M. W. GUS fusion: β-glucuronidase as a sensitive and versatile gene fusion marker in higher plants. EMBO J. 1987;6:3901-3907.

18. Scorza R., Ravelonandro M., Callahan A. M., Cordis J. M. Fuchs M., Dunez J. and Gonsalves D. Transgenic plums (Prunus domestica) express the plum pox virus coat protein gene. Plant Cell Reports. 1994;14:18-22.

19. Petri C., Webb K., Hily J.-M., Dardick C., Scorza R. High transformation efficiency in plum (Prunus domestica L.): a new tool for functional genomics studies in Prunus spp. Mol Breeding. 2008;22(4):581-591.

20. Ravelonandro M., Scorza R., Bachekier J. C., Labonne G., Levy L., Damsteegt V., Callahan A. M. & Dinez J. Resistance of transgenic Prunus domestica to plum pox virus infection. Plant Disease. 1997;81:1231-1235.

21. Ravelonandro M., Dunez J., Scorza R. and Labonne G. Challenging transgenic plums expressing potyvirus coat protein genes with viruliferous aphids. Acta Hort. 1998;472:413-420.

22. Malinowski T., Zawadska B., Ravelonandro M., Scorza R. Preliminary report on the apparent breaking of resistance of transgenic plum by chip bud inoculation of plum pox virus PPV-S. Acta Virologica. 1998;42:241-243.

23. Sherman W. B. and P. M. Lyrene. Improvement of peach rootstock resistant to root-knot nematodes. Proceedings of the Florida State Horticultural Society. 1983;96:207-208.

24. Scorza R., Callahan A., Levy L., Damsteegt V., Webb K., Ravelonandro M. Post-transcriptional gene silencing in Plum pox virus resistant transgenic European plum containing the plum pox potyvirus coat protein gene. Transgenic Research. 2001;10:201-209.

25. Hily J.-M., Scorza R. et al. Accumulation of the long class of siRNA is associated with resistance to Plum pox virus in a transgenic woody perennial plum tree. Molecular Plant-Microbe Interactions. 2005;18(8):794-799.

26. Mikhaylov R. V. and Dolgov S. V. Transgenic plum (Prunus domestica L.) plants obntained by Agrobacterium-mediated transformation of leaf explants with various selective agents. Acta Hort. 2007;738:613-623.

27. Mikhaylov R., Vesnyanko T., Dolgov S. Transgenic plum (Prunus domestica L.) commercial cultivar `Startovaya` express the Plum pox virus coat protein gene. The XXth International symposium on virus and virus-like diseases of temperate fruit croups and XIth International symposium on small fruit virus diseases, Antalya, Turkey, May 22-26, 2006, 48.


Рецензия

Для цитирования:


Долгов С.В., Михайлов Р.В., Серова Т.А., Шульга О.А., Фирсов А.П. Использование последовательности гена белка оболочки вируса шарки для создания устойчивых форм сливы (Prunus domestica L.). Садоводство и виноградарство. 2022;(2):32-41. https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-2-32-41

For citation:


Dolgov S.V., Mikhailov R.V., Serova T.А., Shulga O.A., Firsov A.Р. Use of the Plum pox virus coat protein gene sequence to create resistant forms of plum (Prunus domestica L.). Horticulture and viticulture. 2022;(2):32-41. (In Russ.) https://doi.org/10.31676/0235-2591-2022-2-32-41

Просмотров: 44


ISSN 0235-2591 (Print)
ISSN 2618-9003 (Online)